脓毒症是一种由感染引起的全身炎症反应综合症，常伴随多器官功能障碍，发病率和死亡率极高[1]。其中，急性肾损伤（acute kidney injury，AKI）是脓毒症的严重并发症之一，与患者死亡风险增加密切相关[2]。脓毒症AKI病理机制复杂，现有的治疗方法难以有效降低患者病死率[3]。因此，深入阐明其病理生理机制并探索有效治疗靶点，对于改善患者的预后具有重要的意 义。
近年来，铁死亡作为一种以铁离子积累和脂质过氧化增高为特征的新型程序性细胞死亡途径，在脓毒症AKI等多种炎症性疾病中的作用受到广泛关注[4]。长链酯酰辅酶A合成酶4（long chain acyl-CoA synthetase 4，ACSL4）是脂质代谢的关键调节蛋白酶之一，通过促进膜磷脂的合成推动铁死亡的发生[5]。目前ACSL4调控的铁死亡作用于脓毒症AKI的具体机制尚不明 确。
N6-甲基腺苷（N6-methyladenosine，m6A）甲基化修饰作为真核细胞内含量最丰富的RNA修饰形式，在基因表达调控中发挥重要作用[6]。Wilms肿瘤1相关蛋白（Wilms' tumor 1-associating protein，WTAP）是m6A甲基转移酶复合物的核心组份[7]。有研究表明WTAP在AKI患者肾脏组织中显著高表达，且与ACSL4的表达水平呈正相关，提示WTAP可能通过m6A修饰调控ACSL4的表达，进而影响AKI的铁死亡进程[8]。本研究旨在探讨WTAP介导的ACSL4 m6A甲基化对脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）诱导人肾小管上皮细胞HK-2铁死亡和细胞损伤的影响，以期为脓毒症AKI的治疗提供新的思路。
1 材料与方法
1.1 主要材料与试剂
人肾小管上皮细胞（HK-2）购于美国模式培养物保藏所（American Type Culture Collection，ATCC）；链霉素、青霉素、胎牛血清（FBS）和DMEM/F12培养基从美国Gibco公司购买；细胞增殖检测试剂盒（CCK-8）由上海生工生物工程有限公司提供；细胞凋亡检测试剂盒（Annexin V-FITC）购于维百奥（北京）生物科技有限公司；谷胱甘肽（GSH）酶联免疫吸附测定试剂盒和细胞亚铁（Fe2+）比色测定试剂盒购于武汉伊莱瑞特生物科技股份有限公司；DCFH-DA检测试剂盒购于上海碧云天生物技术有限公司；氨基黑蛋白定量试剂盒由陕西健吉跃生物科技有限公司提供；ACSL4、WTAP、谷胱甘肽过氧化物酶4（GPX4）、β-actin、m6A蛋白一抗和HRP标记的山羊抗兔二抗购于美国Abcam公司；WTAP siRNA以及ACSL4的过表达质粒购于上海吉玛公司；X-tremeGENE™ 9 DNA转染试剂盒购于瑞士罗氏公司；Magna RIPTM RNA结合蛋白免疫沉淀试剂盒购于默克生命科学有限公司。
1.2 数据的获取与处理
从GEO数据库（http://www.ncbi.nlm.nih.gov/geo/）下载GSE30718获取AKI基因表达数据。分析WTAP和ACSL4在AKI和健康对照（Control）肾脏组织中的表达差异和相关性，其中AKI组26例，Control组11例。
1.3 细胞培养
HK-2采用DMEM/F12基础培养基（含10% FBS、100 U/mL青霉素和100 µg/mL链霉素），置于恒温培养箱（37 °C，5% CO2，饱和湿度）中培养。
1.4 CCK-8检测细胞活性
将HK-2细胞以4×103细胞/孔的接种密度均匀铺板于96孔细胞培养板中，加入10 μg /mL的LPS培养4、8、12 h，然后加入CCK-8试剂在37 °C下孵育2 h。用酶标仪检测450 nm下的吸光度值（OD），细胞活性（%）=（实验组OD值-空白组OD值）/（对照组OD值-空白组OD值）×%。
1.5 流式细胞术检测细胞凋亡
将HK-2细胞以4×105/孔的密度接种于6孔板，LPS处理4、8、12 h后，更换为无血清培养基继续培养24 h。收集细胞样本，用PBS清洗后，加入预冷的75%乙醇溶液，于4 °C条件下固定4 h。离心后加入500 μL结合缓冲液重悬细胞。依次加入5 μL V-FITC和5 μL碘化丙啶染色液，室温避光反应5~15 min。流式细胞仪检测细胞凋亡率。
1.6 GSH含量的测定
用预冷的PBS洗涤待测HK-2细胞两次后，加入RIPA裂解液冰上裂解30 min，4 °C、12 000×g离心10 min收集上清。GSH含量测定使用GSH酶联免疫吸附测定试剂盒，按照说明书操作，在450 nm波长下测定吸光值，通过标准曲线计算GSH浓度。
1.7 Fe2+含量的测定
Fe2+含量检测采用细胞亚铁（Fe2+）比色测定试剂盒，将待测细胞裂解后加入显色剂，37 °C避光孵育30 min，在593 nm波长下测定吸光值，根据标准曲线计算Fe2+含量。
1.8 ROS测定
采用DCFH-DA荧光法测定HK-2细胞中活性氧（reactive oxygen species，ROS）含量。将HK-2细胞以3×103/孔的密度接种于96孔板中，加入10 μg/mL的LPS培养4、8、12 h。随后在细胞中加入10 μmol/L的DCFH-DA，置于37 ℃恒温环境中孵育20 min。荧光显微镜下观察并记录细胞的荧光表达情况。
1.9 蛋白质免疫印迹法（Western Blot）
RIPA组织裂解液提取HK-2细胞总蛋白，采用氨基黑染色法测定蛋白含量。取20 μg蛋白样品，经10% SDS-PAGE分离后，转印至PVDF膜上，5%脱脂乳封闭1 h。分别加入ACSL4（1 ∶ 10 000）、WTAP（1 ∶ 1 000）、GPX4（1 ∶ 500）或β-actin（1 ∶ 10 000）蛋白一抗在4 ℃下孵育过夜。三羟甲基氨基甲烷缓冲盐溶液（TBST）洗涤后与山羊抗兔IgG二抗（1 ∶ 1 000）室温孵育2 h。滴加ECL发光液显影后凝胶成像，Image J软件分析结果。
1.10 RNA甲基化免疫共沉淀后实时定量PCR（MeRIP-qPCR）
收集待测细胞，加入Trizol裂解液进行RNA提取。随后，分别将m6A特异性抗体和IgG对照抗体与蛋白A/G磁珠复合物在4 ℃条件下共孵育12~16 h。使用洗脱缓冲液回收RNA，通过苯酚-氯仿法纯化RNA样品。最后，采用qPCR进行定量分析。ACSL4上游引物5'-CCGACCTAAGGGAGTGATGA-3'，下游引物5'-CCTGCAGCCATAGGTAAAGC-3'。
1.11 细胞转染
HK-2细胞以2×105/孔的密度接种于6孔板中，孵育12 h，然后加入2 μL X-tremeGENE™ 9 DNA转染试剂分别将si-WTAP（5'-GGAACA GACUAAAGACAAACU-3'）、si-NC（5'-UUCUCC GAACGUGUCACGUTT-3'）或OE-ACSL4（pcDNA3.1-ACSL4过表达质粒）转染细胞，培养48 h后，加入10 μg/mL LPS进行诱导培养。
1.12 RNA免疫共沉淀（RlP）
使用Magna RIP™ RNA结合蛋白免疫沉淀试剂盒，提取待测细胞RNA，加入IgG、WTAP或ACSL4抗体和蛋白A/G磁珠在4 °C下孵育过夜。洗涤后，在RNA-蛋白质复合物中加入蛋白酶K缓冲液。最后，使用苯酚-氯仿法提取RNA。qPCR检测WTAP和ACSL4转录本之间的相互作 用。
1.13 放线菌素D实验
将HK-2细胞接种至96孔板中，分组处理后添加5 μg/mL的放线菌素D。分别在培养的0、3、6 h收集细胞，qPCR检测ACSL4的mRNA表达水平。
1.14 统计学分析
实验数据采用SPSS 26.0统计软件进行处理和分析。计量数据以均数和标准差（
）表示，两组间比较采用t检验；多组间比较采用单因素方差分析，进一步采用Bonferroni检验进行组间两两比较。P ＜0.05为差异具有统计学意义。
2 结果
2.1 WTAP和ACSL4在AKI患者组织中高表 达
使用GEO数据库对GSE30718表达谱数据进行分析，绘制AKI组与Control组肾脏组织样本差异表达基因火山图（图1-A）。与control组相比，AKI组WTAP和ACSL4的表达水平显著上调（P ＜0.05，图1-B）。此外，WTAP和ACSL4的表达水平呈显著正相关（P＜0.01，图1-C）。
-
图1 WTAP和ACSL4在AKI患者中的表达
Figure1.Expression of WTAP and ACSL4 in patients with acute kidney injury
注：A.AKI与健康对照组织样本差异表达基因火山图；B.WTAP和ACSL4在组织中的表达；C.WTAP和ACSL4在组织中表达的相关性；*P<0.05。
2.2 LPS对HK-2细胞活性和凋亡的影响
与control组相比，LPS处理以时间依赖性方式降低了HK-2细胞活性（图2-A），促进细胞凋亡（图2-B、2-C）。
-
图2 LPS对人肾小管上皮细胞HK-2活性和凋亡的影响
Figure2.Effect of LPS on cell viability and apoptosis of human renal tubular epithelial cell HK-2
注：A.CCK-8检测细胞活性；B、C.流式细胞术检测细胞凋亡；* 与对照组比较，P<0.05；#与4 h组比较，P<0.05；&与8 h组比较，P<0.05。
2.3 LPS对HK-2细胞铁死亡的影响
与control组相比，随着LPS处理时间的延长，HK-2细胞中GSH的含量明显下降（图3-A），Fe2+和ROS水平逐渐提升（图3-B、3-C）。同时，GPX4的表达随着LPS处理时间增加而降低（P ＜0.05，图 3-D）。
-
图3 LPS对人肾小管上皮细胞HK-2铁死亡的影响
Figure3.Effect of LPS on ferroptosis in human renal tubular epithelial cell HK-2
注：A.细胞中GSH的含量；B.DCFH-DA检测ROS水平；C.细胞中Fe2+含量；D.Western blot检测GPX4蛋白表达；*P<0.05。
2.4 LPS对HK-2细胞中ACSL4 m6A甲基化修饰的影响
与control组相比，LPS处理以时间依赖性方式提升HK-2细胞中ACSL4和WTAP蛋白表达（P＜0.05，图4-A）。同时，与control组相比，ACSL4的m6A甲基化水平随着LPS处理时间增加而升高（P＜0.05，图4-B）。
-
图4 LPS对人肾小管上皮细胞HK-2中ACSL4 m6A甲基化修饰的影响
Figure4.Effect of LPS on ACSL4 m6A modification in human renal tubular epithelial cell HK-2
注：A.Western blot检测ACSL4和WTAP蛋白表达及定量分析；B：Me-RIP检测ACSL4的m6A甲基化水平；*P<0.05。
2.5 si-WTAP对LPS诱导的HK-2细胞中ACSL4 m6A甲基化修饰的影响
与LPS组相比，LPS+si-WTAP组细胞中WTAP和ACSL4的蛋白表达显著降低（图5-A），ACSL4的m6A甲基化水平显著下降（P＜0.05，图5-B）。此外，ACSL4和WTAP的结合在WTAP干扰组中被减弱（P＜0.05，图5-C）。与control组相比，LPS组的ACSL4的mRNA稳定性显著增强，在干扰WTAP后减弱（P＜0.05，图5-D）。
-
图5 WTAP敲低对LPS诱导的HK-2细胞中ACSL4 m6A甲基化修饰的影响
Figure5.Effect of WTAP knockdown on ACSL4 m6A modification in LPS induced HK-2 cells
注：A.Western blot检测ACSL4 和WTAP 蛋白表达及定量分析；B.Me-RIP检测ACSL4的m6A甲基化水平；C.RIP检测ACSL4和WTAP的结合；D. RNA分解实验检测ACSL4 mRNA的稳定性；*与对照组比较，P<0.05；#与LPS组比较，P<0.05。
2.6 OE-ACSL4逆转si-WTAP对ACSL4蛋白的影响
与LPS组相比，LPS+si-WTAP组中WTAP和ACSL4的蛋白表达显著降低（P＜0.05）。与LPS+si-WTAP组相比，LPS+si-WTAP+OE-ACSL4组中WTAP的蛋白表达没有明显改变，而ACSL4的蛋白表达显著升高（P＜0.05，图6）。
-
图6 si-WTAP和OE-ACSL4对ACSL4和WTAP蛋白表达的影响
Figure6.Effects of si-WTAP and OE-ACSL4 co-transfection on the protein expression of ACSL4 and WTAP
注：*与对照组比较，P<0.05；#与LPS组比较，P<0.05；&与LPS+si-WTAP组比较，P<0.05。
2.7 si-WTAP通过抑制ACSL4影响LPS诱导的HK-2细胞损伤
与LPS组相比，LPS+si-WTAP组的HK-2细胞活性明显升高，在ACSL4过表达后下降（P ＜ 0.05，图 7-A）。干扰WTAP降低了LPS诱导的HK-2细胞凋亡，并在ACSL4过表达后提升（P＜ 0.05，图 7-B）。
-
图7 si-WTAP和OE-ACSL4对LPS诱导的HK-2细胞损伤的影响
Figure7.Effects of si-WTAP and OE-ACSL4 co-transfection on LPS-induced injury in HK-2 cells
注：A.CCK-8检测细胞活性；B.流式细胞术检测细胞凋亡；*与对照组比较，P<0.05；#与LPS组比较，P<0.05；&与LPS+si-WTAP组比较，P<0.05。
2.8 WTAP敲低通过抑制ACSL4抑制LPS诱导的细胞铁死亡
与LPS组相比，LPS+si-WTAP组细胞中GSH含量显著升高，Fe2+和ROS水平明显降低（P ＜ 0.05）；然而，在LPS+si- WTAP+OE- ACSL4组中，GSH含量下降，Fe2+和ROS水平提升（P＜0.05，图8-A至图8-C）。干扰WTAP上调GPX4的蛋白表达，并在加入OE-ACSL4后下降（P＜0.05，图8-D）。
-
图8 si-WTAP和OE-ACSL4对LPS诱导的HK-2细胞铁死亡的影响
Figure8.Effect of si-WTAP and OE-ACSL4 co-transfection on LPS-induced ferroptosis in HK-2 cells
注：A.DCFH-DA检测ROS水平；B.细胞中GSH含量；C.细胞中Fe2+含量；D.Western blot检测GPX4蛋白表达；*与对照组比较，P<0.05；#与LPS组比较，P<0.05；&与LPS+si-WTAP组比较，P<0.05。
3 讨论
m6A甲基化修饰广泛存在于真核生物的RNA中，通过影响RNA的表观遗传修饰调节基因表达，参与到多种生物学过程的调控中[9]。研究表明m6A甲基化在脓毒症AKI的疾病发展中发挥重要作用，有望成为潜在的治疗靶点[10]。
m6A修饰由甲基化转移酶和去甲基化酶共同调控[11]。WTAP作为关键的甲基化转移酶之一，通过促进RNA腺苷酸第六个氮原子的甲基化，影响RNA的出核、剪接、翻译和稳定性等，进而参与氧化应激、炎症和细胞死亡等过程的调控[12]。在LPS诱导的AKI动物和细胞模型中，WTAP高表达加剧炎症和线粒体损伤[13]。顺珀诱导的AKI小鼠肾脏损伤组织中也观察到整体m6A水平和WTAP表达的增高[14]。本研究通过GEO数据分析表明WTAP在AKI组织中的表达显著上调，并且在LPS诱导的人肾小管上皮细胞中，随着LPS刺激时间的加长，WTAP的蛋白表达逐渐提升，与Ni等[8]研究结果一致，提示WTAP在脓毒症AKI中可能发挥重要作用。
上皮细胞是肾结构和功能的基础，脓毒症AKI发生时肾上皮细胞发生铁死亡，肾组织受到严重破坏，器官功能受损[15]。在脓毒症AKI实验模型中，抑制铁死亡被证明可以有效减轻AKI损伤[16]。铁死亡的发生和细胞中铁离子的累积和ROS水平的升高紧密相关[17]。在生化特征上，铁死亡表现为GSH的耗竭和GXP4的失活[18]。本研究发现，随着LPS诱导时间的加长，HK-2细胞的活性降低，凋亡上升，ROS和铁离子水平升高，同时伴随GSH含量和GXP4蛋白表达降低，表明铁死亡参与了LPS诱导的HK-2细胞损伤。
ACSL4是调控铁死亡的关键分子，通过促进多不饱和脂肪酸的酯化作用，驱动脂质过氧化和铁死亡的发生[19]。ACSL4 失调与多种疾病有关，包括癌症、神经退行性疾病、心血管疾病、代谢性疾病和AKI等[20]。在AKI小鼠肾小管中特异性敲除ACSL4能够明显降低铁死亡并抑制小鼠肾脏病理损伤[21]。α2肾上腺素受体激动剂右美托咪啶能够通过抑制ACSL4减轻缺血/再灌注引起的铁死亡和AKI[22]。本研究证实，ACSL4在AKI患者组织和LPS诱导的HK-2细胞中均显著高表达，提示ACSL4介导的铁死亡在脓毒症AKI中起关键作用。
近年来，m6A修饰在铁死亡调控中的作用逐渐被揭示[23-24]。例如，甲基化转移酶METTL3能通过促进ACSL4的m6A修饰加重受损肝脏的铁死亡[25]。敲低METTL14可以抑制ACSL4的表达，逆转急性胰腺炎的炎症和铁死亡[26]。老年肝脏中去甲基化酶FTO的缺乏会通过上调ACSL4加剧缺血/再灌注引起的铁死亡[27]。但目前有关ACSL4在AKI中m6A修饰的调控还未有报道。本研究中观察到在AKI患者的肾脏组织中甲基化转移酶WTAP和ACSL4的表达呈显著正相关，且抑制WTAP能够通过降低ACSL4的m6A修饰水平，降低其mRNA稳定性和蛋白表达。此外，敲低WTAP可减轻LPS诱导的HK-2细胞损伤和铁死亡，而ACSL4过表达可逆转这一效应。以上结果提示，WTAP可通过增加ACSL4的m6A修饰促进其表达，进而调控铁死亡的发生。
综上所述，本研究揭示了WTAP通过m6A修饰提升ACSL4表达，促进LPS诱导的肾小管上皮细胞铁死亡的分子机制。这一发现为阐明m6A修饰在脓毒症AKI中的作用提供了新的理论依据，并为AKI的临床治疗提供了潜在靶点。然而，WTAP和ACSL4在脓毒症中的作用仍需在动物模型中进一步验证，以明确其临床应用价值。未来的研究可进一步探索WTAP/ACSL4调控轴在脓毒症AKI中的具体作用机制，为开发靶向m6A修饰的治疗策略提供更多实验依据。
伦理声明：不适用
作者贡献：研究设计：张琴、陈兵阳；实验操作、数据分析：张琴、唐庆；论文撰写：张琴；论文审定：陈兵阳
数据获取：本研究中使用和（或）分析的数据可联系通信作者获取
利益冲突声明：无
致谢：不适用
1.Chiu C, Legrand M. Epidemiology of sepsis and septic shock[J]. Curr Opin Anaesthesiol, 2021, 34(2): 71-76. DOI: 10.1097/ACO.0000000000000958.
2.Chang YM, Chou YT, Kan WC, et al. Sepsis and acute kidney injury: a review focusing on the bidirectional interplay[J]. Int J Mol Sci, 2022, 23(16): 9159. DOI: 10.3390/ijms23169159.
3.Zarbock A, Koyner JL, Gomez H, et al. Sepsis-associated acute kidney injury-treatment standard[J]. Nephrol Dial Transplant, 2023, 39(1):26-35. DOI: 10.1093/ndt/gfad142.
4.Zhou J, Tang J, Zhang C, et al. ALKBH5 targets ACSL4 mRNA stability to modulate ferroptosis in hyperbilirubinemia-induced brain damage[J]. Free Radic Biol Med, 2024, 220: 271-287. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2024.05.014.
5.高洋, 秦合伟, 刘丹丹. ACSL4介导铁死亡及在动脉粥样硬化性心血管病中的潜在作用[J]. 中国组织工程研究, 2025, 29(6): 1239-1247. [Gao Y, Qin HW, Liu DD. ACSL4 mediates ferroptosis and its potential role in atherosclerotic cardiovascular disease[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2025, 29(6): 1239-1247.] DOI: 10.12307/2025.299.
6.Jiang X, Liu B, Nie Z, et al. The role of m6A modification in the biological functions and diseases[J]. Signal Transduct Target Ther, 2021, 6(1): 74. DOI: 10.1038/s41392-020-00450-x.
7.石颖鹏, 刘华, 张栋林, 等. m6A甲基化修饰介导的UBAC2对结肠癌细胞侵袭和迁移能力的影响及机制[J]. 解放军医学杂志, 2025, 50(18): 1-9. [Shi YP, Liu H, Zhang DL, et al. Effect and mechanism of UBAC2 mediated by m6A methylation modification on the invasion and migration abilities of colorectal cancer cells[J]. Medical Journal of Chinese People's Liberation Army, 2025, 50(18): 1-9.] DOI: 10.11855/j.issn.0577-7402.0858.2025.0528.
8.Ni L, Bai R, Zhou Q, et al. The correlation between ferroptosis and m6A methylation in patients with acute kidney injury[J]. Kidney Blood Press Res, 2022, 47(8): 523-533. DOI: 10.1159/000524900.
9.De Kesel J, Fijalkowski I, Pieters T, et al. HNRNPC and m6A RNA methylation control oncogenic transcription and metabolism in T-cell leukemia[J]. Blood, 2025, 146(3): 275-290. DOI: 10.1182/blood.2024026848.
10.Qi S, Song J, Chen L, et al. The role of N-methyladenosine modification in acute and chronic kidney diseases[J]. Mol Med, 2023, 29(1): 166. DOI: 10.1186/s10020-023-00764-w.
11.温亚男, 方姝, 杨晶晶, 等. t(8;21)急性髓系白血病中RNAN RNAN6-甲基腺嘌呤(m6A)的修饰特征[J]. 南方医科大学学报, 2022, 42: 690-697. [Wen YN, Fang S, Yang JJ, et al. t(8; 21) modification of RNAN RNAN6-methyladenine (m6A) in acute myeloid leukemia [J]. Journal of Southern Medical University, 2022, 42: 690-697.] DOI: 10.12122/j.issn.1673-4254.2022.05.09.
12.Ju G, Lei J, Cai S, et al. The emerging, multifaceted role of WTAP in cancer and cancer therapeutics[J]. Cancers (Basel), 2023, 15(11): 3053. DOI: 10.3390/cancers15113053.
13.Huang F, Wang Y, Lv X, et al. WTAP-mediated N6-methyladenosine modification promotes the inflammation, mitochondrial damage and ferroptosis of kidney tubular epithelial cells in acute kidney injury by regulating LMNB1 expression and activating NF-kappaB and JAK2/STAT3 pathways[J]. J Bioenerg Biomembr, 2024, 56(3): 285-296. DOI: 10.1007/s10863-024-10015-0.
14.Li CM, Li M, Zhao WB, et al. Alteration of N6-methyladenosine RNA profiles in cisplatin-induced acute kidney injury in mice[J]. Front Mol Biosci, 2021, 8: 654465. DOI: 10.3389/fmolb.2021.654465.
15.Mihevc M, Petreski T, Maver U, et al. Renal proximal tubular epithelial cells: review of isolation, characterization, and culturing techniques[J]. Mol Biol Rep, 2020, 47(12): 9865-9882. DOI: 10.1007/s11033-020-05977-4.
16.Feng Q, Yu X, Qiao Y, et al. Ferroptosis and acute kidney injury (AKI): molecular mechanisms and therapeutic potentials[J]. Front Pharmacol, 2022, 13: 858676. DOI: 10.3389/fphar.2022.858676.
17.Su L, Zhang J, Gomez H, et al. Mitochondria ROS and mitophagy in acute kidney injury[J]. Autophagy, 2023, 19(2): 401-414. DOI: 10.1080/15548627.2022.2084862.
18.Cao L, Qin R, Liu J. Farnesoid X receptor protects against lipopolysaccharide-induced endometritis by inhibiting ferroptosis and inflammatory response[J]. Int Immunopharmacol, 2023, 118: 110080. DOI: 10.1016/j.intimp.2023.110080.
19.Ding K, Liu C, Li L, et al. Acyl-CoA synthase ACSL4: an essential target in ferroptosis and fatty acid metabolism[J]. Chin Med J (Engl), 2023, 136(21): 2521-2537. DOI: 10.1097/CM9.0000000000002533.
20.Chen F, Kang R, Liu J, et al. The ACSL4 network regulates cell death and autophagy in diseases[J]. Biology (Basel), 2023, 12(6): 864. DOI: 10.3390/biology12060864.
21.Wang Y, Zhang M, Bi R, et al. ACSL4 deficiency confers protection against ferroptosis-mediated acute kidney injury[J]. Redox Biol, 2022, 51: 102262. DOI: 10.1016/j.redox.2022.102262.
22.Tao WH, Shan XS, Zhang JX, et al. Dexmedetomidine attenuates ferroptosis-mediated renal ischemia/reperfusion injury and inflammation by inhibiting ACSL4 via alpha2-AR[J]. Front Pharmacol, 2022, 13: 782466. DOI: 10.3389/fphar.2022.782466.
23.Xie H, Shi M, Liu Y, et al. Identification of m6A- and ferroptosis-related lncRNA signature for predicting immune efficacy in hepatocellular carcinoma[J]. Front Immunol, 2022, 13: 914977. DOI: 10.3389/fimmu.2022.914977.
24.Yang H, Hu Y, Weng M, et al. Hypoxia inducible lncRNA-CBSLR modulates ferroptosis through m6A-YTHDF2-dependent modulation of CBS in gastric cancer[J]. J Adv Res, 2022, 37: 91-106. DOI: 10.1016/j.jare.2021.10.001.
25.Wu D, Spencer CB, Ortoga L, et al. Histone lactylation-regulated METTL3 promotes ferroptosis via m6A-modification on ACSL4 in sepsis-associated lung injury[J]. Redox Biol, 2024, 74: 103194. DOI: 10.1016/j.redox.2024.103194.
26.Chen F, Su M, Han D, et al. METTL14 depletion ameliorates ferroptosis in severe acute pancreatitis by increasing the N6-methyladenosine modification of ACSL4 and STA1[J]. Int Immunopharmacol, 2024, 128: 111495. DOI: 10.1016/j.intimp.2024.111495.
27.Li R, Yan X, Xiao C, et al. FTO deficiency in older livers exacerbates ferroptosis during ischaemia/reperfusion injury by upregulating ACSL4 and TFRC[J]. Nat Commun, 2024, 15(1): 4760. DOI: 10.1038/s41467-024-49202-3.
欢迎访问中南医学期刊社系列期刊网站！
