目的  探究RGS14蛋白在急性心肌梗死（AMI）中的作用及其机制。

方法  选取RGS14敲除品系小鼠，构建AMI模型，收集造模24 h后的小鼠心脏组织和血清，采用免疫组化实验分析心脏组织炎症浸润程度，生化分析仪检测血清生化指标。体外构建过表达和敲低的腺病毒并转染原代大鼠心肌细胞，采用RT-qPCR和Western blot检测RGS14、炎症及凋亡相关标志物 mRNA和蛋白的表达，TUNEL染色分析心脏组织凋亡情况。

结果  AMI模型小鼠心肌细胞RGS14的表达下调，体外敲低RGS14加剧原代大鼠心肌细胞内炎症及细胞凋亡。与野生型小鼠相比，RGS14敲除小鼠表现出AMI诱导的心脏功能障碍、炎症反应和凋亡增加。反之，体外过表达RGS14抑制了心肌细胞凋亡。RGS14对AMI损伤的保护作用与其抑制TAK1-JNK/p38信号通路的激活作用密切相关，抑制TAK1可缓解敲低RGS14对AMI的不利影响。

结论  RGS14在AMI后的炎症和凋亡反应过程中发挥保护作用，并通过抑制TAK1的激活来缓解心脏功能障碍，有望成为AMI治疗的新靶点。

心肌梗死（myocardial infarction，MI）是由于冠状动脉内血栓形成或持续性血管闭塞导致心肌急性、持续性缺血缺氧而引起的心肌坏死，该心血管疾病在全球范围内具有高发病率和高病死率的特点，构成严重的健康威胁[1]。急性心肌梗死（acute myocardial infarction，AMI）导致心肌细胞死亡后，会引发炎症浸润、间质纤维化及替代性胶原瘢痕等复杂的分子与细胞级联反应[2-4]。在持续缺血状态下，过度的炎症反应可直接诱发心肌细胞凋亡，进一步扩大心肌损伤范围[5]。这些病理改变共同导致心脏泵血功能进行性恶化、左心室重塑、心室扩张、心脏功能障碍，最终发展为心力衰竭和死亡[6]。近几十年来，由于冠状动脉介入治疗和药物治疗，AMI患者的发病率和死亡率显著降低，但MI及再灌注期间大量心肌细胞死亡导致继发性心力衰竭患者增加，且治疗结果不佳，死亡率仍较高[7-8]。因此，进一步研究AMI的分子病理生理机制，探索新的抗炎和抗凋亡治疗策略，对于预防和治疗早期MI及其继发性心力衰竭至关重要。

G蛋白信号传递调节蛋白（regulator of G protein signaling，RGS）含有120个氨基酸，主要作为鸟苷三磷酸酶（GTP酶）激活蛋白，负责调控信号转导[9-10]。心肌细胞和成纤维细胞中已鉴定出至少20种RGS蛋白，与心律失常、心力衰竭和高血压等多种心脏相关病理生理过程有关 [11- 13]。作为RGS家族的重要成员，RGS14具有多种信号调节元件，包括RGS结构域、GoLoco/G蛋白调节基序和两个串联的Ras/ Rap结合结构域[14]。既往研究表明，RGS14可以通过调节趋化因子受体的表达，介导趋化蛋白向淋巴细胞募集，从而影响淋巴细胞的黏附和迁移[15]。在肝脏缺血再灌注模型中，RGS14参与抑制肝脏炎症和凋亡[15]。RGS14可通过调节MEK-ERK1/2信号通路抑制病理性心脏重塑[16]。然而，尚未有研究阐明RGS14是否在AMI中发挥作用。基于此，本研究探究RGS14在AMI中的生物学功能及其作用机制，旨在为AMI的治疗提供新的潜在靶点和策略。

1 材料和方法

1.1 实验动物

实验用C57BL/6J小鼠购自北京华阜康生物科技股份有限公司，新生大鼠鼠婴（1~2 d）购于湖北贝恩特生物公司。构建RGS14敲除品系（RGS14  K0）小鼠[15]，与同窝阴性对照（WT）小鼠均饲养于武汉大学人民医院动物实验中心，其中SPF级小鼠饲料购自北京华阜康生物科技股份有限公司。小鼠饲养环境温度保持在22~24 ℃、湿度保持在40%~70%，明暗交替各12 h，自由摄食摄水。本研究动物手术按照ARRIVE（动物研究：体内实验报告）指南2.0[17]进行，已获得武汉大学人民医院动物伦理委员会审批[批号：WDRM动（福）第20230408B号]。

1.2 主要试剂和仪器

BCA蛋白定量试剂盒购自赛默飞世尔科技公司；兔源一抗RGS14、IkBα购自武汉三鹰生物技术有限公司；兔源一抗Bax、Bcl2、ERK、p-p38 MAPK、IKKβ购自爱博泰克生物科技有限公司；兔源一抗p65、p-p65购自武汉赛维尔生物科技有限公司；兔源一抗TAK1、p-TAK1、p-ERK、JNK、p-JNK、p38、GAPDH、p-IKKβ和鼠源一抗P-IkBα购自Cell Signaling Technolog生物技术有限公司；蛋白酶抑制剂和磷酸酶抑制剂均购自罗氏公司；DMEM培养基购自美国Gibco公司；DMEM/F12培养基购自武汉赛维尔生物科技有限公司；5-溴脱氧尿苷购自Sigma公司；电泳仪和ChemiDoc MP成像系统购自美国BioRad公司；切片扫描仪购自Leica公司；荧光显微镜购自Olympus公司；DAPI购自深圳欣博盛生物科技有限公司；CD11b一抗购自美国Boster公司；Ly6G一抗购自武汉赛维尔生物科技有限公司；免疫组织化学鼠源两步检测试剂盒和Trizol试剂盒购自江西惠康生物科技有限公司；TUNEL试剂盒购自武汉赛维尔生物科技有限公司；反转录试剂盒和SYBR试剂盒均购自诺唯赞公司；5Z-7-Oxozeaenol化合物购自MedChemExpress公司。腺病毒质粒pENTR-CMV-RGS14-flag-T2A-GFP、pENTR-U6-shRGS14-CMV-flag-T2A-EGFP购自淼灵生物科技有限公司，pAd/PL-DEST购自Addgene公司。

1.3 实验方法

1.3.1 细胞培养

人胚肾细胞293A细胞系购于中国科学院典型培养物保藏委员会细胞库，培养于37 ℃、5% CO₂的恒温培养箱中，完全培养基成分为DMEM培养基混合10%胎牛血清和1%青霉素-链霉素。

1.3.2 动物模型构建和分组

选用20只8~10周龄雄性RGS14敲除（KO）小鼠与20只雄性WT小鼠，体重约为23．5~27.5 g。将小鼠随机分为4组：WT-AMI组、RGS14 K0-AMI组、WT-Sham组和RGS14 KO-Sham组，每组10只。其中AMI组采用左前降支结扎术构建AMI模型[18]；Sham组为只切口缝线不结扎前降支的假手术组。24 h后采集小鼠心脏和血液样本。心脏置于20倍体积的4%多聚甲醛液中固定；梗死心肌组织置于液氮快速冷冻后存放于-80 ℃冰箱中。

1.3.3 原代心肌细胞分离、OGD模型构建和分组

分离新生大鼠（1~2 d）的心脏，并将其置于含有预冷DMEM完全培养基的培养皿中。在显微镜下分离心脏、结缔组织和血管。然后，将心脏切成1~2 mm³的组织块，用0.125%胰蛋白酶消化。用含有10%胎牛血清、1%青霉素/链霉素和5-溴脱氧尿苷（0.1 mM）的F12培养基培养24 h。为了模拟心肌细胞的缺氧状态，对细胞进行氧葡萄糖剥夺（OGD）处理，换用不含血清、葡萄糖和丙酮酸钠的DMEM无糖培养基，然后将细胞在含有95% N2和5% CO₂的三气培养箱中培养24 h。

1.3.4 腺病毒载体构建

设计靶向RGS14基因的rat-RGS14过表达质粒，以上调大鼠原代心肌细胞中RGS14的表达，携带GFP编码基因的腺病毒用作对照（AdGFP）。设计靶向RGS14基因的rat-shRGS14敲除质粒来构建AdshRGS14，以下调大鼠原代心肌细胞中RGS14的表达，AdshRNA作为对照，所有质粒均通过DNA测序验证。将质粒与pAdEasy骨架载体重组，并在PacI线性化后转染到293A细胞中。腺病毒使用Adeasy腺病毒包装系统获得，重组腺病毒的滴度为10¹⁰ PFU/mL。AdRGS14过表达序列为：F-5'-GGCTAGCGATATCGGATCCATGCCAGGGAAGCCCAAGCACTTGGG-3'；R-5'-CGTCCTTGTAATCACTAGTTGGTGGAGCCTCCTGAGAACCTGGTCTTTG-3'。AdshRGS14序列为：F-5'-CCGGAGCAGCTTCAGATCTTCAATTCTCGAGAATTGAAGATCTGAAGCTGCTTTTTTG-3'；R-5'-AATTCAAAAAAGCAGCTTCAGATCTTCAATTCTCGAGAATTGAAGATCTGAAGCTGCT-3'。

1.3.5 逆转录-聚合酶链反应（RT-PCR）

通过Trizol裂解和氯仿提取获得组织或细胞的总RNA，然后通过逆转录试剂盒将RNA逆转录为cDNA。用设计的靶基因引物以cDNA为模板进行RT-qPCR。鼠源IL-6上游引物5'-ACTTGCCTTCTTGGGACTGA-3'，下游引物5'-TCCACGATTTCCCAGAGAAC-3'；鼠源TNF-α上游引物5'-CATCTTCTCAAAA TTCGAGTGACAA-3'，下游引物5'-TGGGAG TAGACAAGGTAC AACCC-3'；鼠源IL^-1β上游引物5'-AGCTTCAGGAAGGCAGTGTC-3'，下游引物5'-TCAGACAGCACGAGGCATTT-3'。鼠源GAPDH上游引物5'-AGGTCGGTGTGAACGG ATTTG-3'，下游引物5'-GGGGTCGTTGATGG CAACA-3'。鼠源Bax上游引物GCGAATTGGCG ATGAACTGG，下游引物TGTCCAGCCCA TGATGGTTC。鼠源Bcl2上游引物5'-GGGA TGACTTCTCTCGTCGC-3'，下游引物5'-CTCT CCACACACATGACCCC-3'。鼠源RGS14上游引物5'-CCAGACCAAGGACAGTCACC-3'，下游引物5'-ATGTCGCAGGTCTGTCGTTT-3'。

1.3.6 Western blot

用含有蛋白酶和磷酸酶抑制剂的RIPA裂解物（65 mM Tris-HCl pH 7.5，150 mM NaCl，1  mM EDTA，1% Nonidet P-40，0.5%脱氧胆酸钠和0.1% SDS）处理细胞或组织。用超声波粉碎裂解物，12 000 rpm离心10 min后分离上清液，得到总蛋白。通过BCA试剂盒测定蛋白质浓度。将与加载缓冲液混合的相同质量的蛋白质通过8%~12% SDS-PAGE电泳分离，然后转移到0.45 μm PVDF膜上。随后，在室温下用5%脱脂奶粉封闭PVDF膜约1 h。用TBST洗涤三次，每次5 min。加入一抗4 °C孵育过夜。加入相应物种的二抗，用TBST洗涤后在室温下孵育1 h。用ChemiDoc MP凝胶成像系统获取图像。

1.3.7 免疫组织化学分析

用EDTA修复石蜡切片，随后4 °C下与抗CD11b或Ly6G抗体孵育过夜。用PBS洗涤后，将二抗在37 °C下孵育30 min。然后使用DAB进行显色，并使用苏木精进行细胞核染色。通过Leica病理切片扫描仪获取染色图像。

1.3.8 血清生化指标检测

采用日立3110全自动生化分析仪检测血清中天冬氨酸氨基转移酶（AST）、乳酸脱氢酶（LDH）、肌酸激酶（CK）、肌酸酶同工酶（CK-MB）和α- 羟基丁酸脱氢酶（HBDH）的含量。

1.3.9 末端脱氧核苷酸转移酶介导的dUTP缺口末端标记

进行末端脱氧核苷酸转移酶介导的dUTP缺口末端标记（TUNEL），将取材获得的心脏组织经过固定、石蜡包埋，将其切成5  μm的切片，并按照TUNEL染色试剂盒说明书染色，细胞核用DAPI染色。在Olympus荧光显微镜下观察图像，并用Image Pro Plus 6.0软件进行分析。

1.3.10 免疫共沉淀

用AdRGS14腺病毒感染心肌细胞24 h后用IP裂解缓冲液（20 mM Tris-HCl pH 7.4，150  mM NaCl，1 mM EDTA，1% NP-40裂解液）裂解细胞。12 000 rpm离心10 min取上清，并在4 °C下用Flag抗体和G蛋白琼脂糖珠免疫沉淀蛋白质过夜。将珠粒在4 °C下以3 000 rpm的速度离心，用含有150 mM或300 mM NaCl的缓冲液洗涤约3次，用2×SDS负载缓冲液重悬，在95  °C下加热5~10 min，然后通过Western blot检测和分析。

1.4 统计学分析

采用SPSS 27.0软件进行分析。本研究所有体外实验均进行了至少三次独立的重复实验，动物实验数据来源于每组至少三只独立的动物样本（n≥3）。所有数据以均数和标准差（）表示，两组比较采用独立样本t检验，多组比较采用单因素方差分析。P＜0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 体内外AMI模型中RGS14的表达情况

采用RT-qPCR检测接受缺血手术小鼠心脏中凋亡相关标志物Bax、Bcl2和RGS14的表达。结果显示，缺血手术24 h后，Bax的mRNA水平升高，Bcl2降低，表明AMI模型成功建立（图 1-A）。RT-PCR和Western blot证明RGS14的mRNA和蛋白质表达下调（图 1-A至 1-B）。免疫组织化学结果显示，RGS14表达减少（图 1-C）。从新生大鼠中分离出原代心肌细胞，OGD刺激24 h后RGS14表达显著下调（图 1-D至 1-E）。以上结果提示RGS14可能参与AMI的发生和发展。

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  图1 RGS14在AMI体内外模型中的表达情况

  Figure1.RGS14 expression in vivo and in vitro models of AMI

  注：A.小鼠心脏组织中凋亡相关基因和RGS14 mRNA表达情况；B.小鼠心脏组织中RGS14蛋白表达情况及定量分析；C.小鼠心脏组织RGS14免疫组织化学染色结果及定量分析；D.心肌细胞凋亡相关基因和RGS14 mRNA表达情况；E.心肌细胞RGS14蛋白表达情况及定量分析；标尺.50  μm；*P<0.05；**P<0.01。

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2.2 RGS14抑制OGD刺激诱导的心肌细胞凋亡

为研究RGS14对心肌细胞凋亡的调节作用，分离原代新生大鼠心肌细胞，AdshRGS14腺病毒感染以敲低RGS14。RT-qPCR和Western blot结果显示AdshRGS14显著降低心肌细胞中RGS14的表达（图2-A至2-B）。AdshRGS14感染的心肌细胞在OGD刺激后Bax表达水平显著升高，Bcl2表达水平显著降低（图2-C至2-D）。同时，使用AdRGS14腺病毒和对照AdGFP病毒感染心肌细胞，研究RGS14过表达对ODG诱导的心肌细胞凋亡的影响。RT-PCR和Western blot证实RGS14过表达成功（图2-E至2-F）。RGS14过表达可以抑制Bax并促进Bcl2的表达（图2-G至2-H）。上述结果表明，RGS14可以抑制OGD刺激原代心肌细胞引起的细胞凋亡。

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  图2 RGS14对OGD刺激后的心肌细胞凋亡的影响

  Figure2.The impact of RGS14 on cardiomyocyte apoptosis following OGD stimulation

  注：A.PCR验证RGS14敲低效果；B.Western blot验证RGS14敲低效果；C.RGS14敲低后凋亡相关基因mRNA表达水平；D.RGS14敲低后凋亡相关基因蛋白表达情况；E.PCR验证RGS14过表达效果；F.Western blot验证RGS14过表达效果；G.RGS14过表达后凋亡相关基因mRNA表达水平；H.RGS14过表达后凋亡相关基因蛋白表达情况；与AdshRNA组或AdGFP组相比，*P<0.05，**P<0.01；与AdshRNA OGD组或AdGFP OGD组相比，#P<0.05，##P<0.01。

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2.3 敲除RGS14加剧AMI后心肌损伤和细胞凋亡

为进一步研究RGS14对AMI的影响，使用RGS14 KO小鼠及WT小鼠构建AMI模型。Western blot分析证明KO小鼠心脏组织中RGS14被成功敲除（图3-A）。收集各组小鼠的血清进行生化指标检测，结果表明，相较于WT-AMI组，RGS14 KO-AMI组AST、LDH、CK、CK-MB和HBDH的血清酶活性显著升高（图3-B至3-F），表明RGS14的缺失会促进MI期间的心脏损伤。TUNEL免疫荧光结果显示，AMI后RGS14-KO组的阳性细胞数量显著高于WT组（图3-G），表明RGS14缺失促进了AMI期间的细胞凋亡。RT-PCR和Western blot结果显示，与WT组相比，RGS14 KO促进了Bax的表达，下调了Bcl2的表达（图3-H至3-I）。上述结果证明RGS14敲除促进AMI期间的细胞凋亡。

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  图3 RGS14敲除对AMI后心肌损伤和细胞凋亡的影响

  Figure3.RGS14 knockout affects cardiac injury and apoptosis following AMI

  注：A.RGS14敲除品系小鼠鉴定免疫印迹代表图；B-F.小鼠血清酶活性检测；G.小鼠心脏组织切片TUNEL染色代表性图片及其统计结果；H.凋亡相关基因mRNA表达情况；I.凋亡相关基因蛋白表达情况；标尺.25 μm；与WT Sham组相比，*P<0.05，**P<0.01；与KO Sham组或WT AMI 24  h组相比，#P<0.05，##P<0.01。

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2.4 RGS14缓解AMI期间的心脏炎症

炎症反应是与AMI相关的重要生物学过程。本研究对心脏组织进行CD11b和Ly6G免疫组织化学染色以观察炎症细胞的浸润情况。MI后24 h，RGS14-KO小鼠心脏中CD11b阳性巨噬细胞和Ly6G阳性中性粒细胞浸润程度显著高于WT小鼠（图4-A至4-B）。MI后24 h，RGS14-KO组小鼠心脏组织磷酸化Ikkβ（p-Ikkβ）和磷酸化p65（p-p65）蛋白水平升高，但Ikkβ和p65总蛋白水平无明显变化（图4-C）。RT-qPCR结果显示，与WT组相比，RGS14-KO组MI后心脏组织中TNF-α、IL-1b和IL-6炎性细胞因子的表达增加（图4-D）。在原代心肌细胞OGD模型中敲低RGS14显著增加了NF-κB通路p-p65和磷酸化IκBα（p-IκBα）蛋白的表达，表明其对NF-κB通路具有抑制作用，而过表达RGS14则相反（图 4-E至4-F）。上述结果表明RGS14可缓解AMI背景下的心脏损伤和炎症反应。

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  图4 RGS14对AMI期间心脏炎症的影响

  Figure4.Effect of RGS14 on cardiac inflammation during AMI

  注：A.心脏组织CD11b免疫组化染色代表图及定量分析；B.心脏组织Ly6G免疫组化染色代表图及定量分析；C.心脏组织NF-κB信号通路相关蛋白表达情况；D.心脏组织炎症相关因子mRNA表达情况；E.RGS14敲低后原代心肌细胞NF-κB信号通路相关蛋白表达情况；F.RGS14过表达后原代心肌细胞NF-κB信号通路相关蛋白表达情况；标尺.50 μm；##P<0.01，###P<0.001。

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2.5 RGS14与TAK1相互作用并调节TAK1-JNK/p38信号通路

为探索RGS14是否通过TAK1-JNK/p38信号通路来调节AMI的发展进程，使用Western blot检测MI手术或OGD刺激后TAK1、ERK、JNK和p38的总水平和磷酸化水平。结果显示与相应的对照组相比，RGS14缺陷小鼠心脏组织和RGS14敲除心肌细胞中TAK1、JNK和p38磷酸化水平显著升高，而磷酸化ERK和总TAK1、ERK、JNK及p38无明显变化（图5-A至5-B）。RGS14过表达对心肌细胞的影响则相反（图5-C）。为进一步研究RGS14是否可以与心肌细胞中的TAK1相互作用，在心肌细胞中过表达Flag标记的RGS14，用Flag抗体筛选蛋白质并检测TAK1。结果表明，RGS14可以与心肌细胞中TAK1相互作用（图5-D）。以上结果表明，RGS14可以与TAK1相互作用，并在AMI期间抑制TAK1-JNK/p38信号通路。

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  图5 RGS14和TAK1相互作用情况与对TAK1-JNK/p38信号通路的影响

  Figure5.RGS14 can interact with TAK1 and impact TAK1-JNK/p38 signaling pathway

  注：A.心脏组织TAK1、JNK、ERK、p38总蛋白及磷酸化蛋白表达情况及定量分析；B.RGS14敲低后原代心肌细胞TAK1、JNK、ERK、p38总蛋白及磷酸化蛋白表达情况及定量分析；C.RGS14过表达后原代心肌细胞TAK1、JNK、ERK、p38总蛋白及磷酸化蛋白表达情况及定量分析；D.原代心肌细胞Flag-RGS14与TAK1半内源性Co-IP；n.s.无统计学意义，##P<0.01，###P<0.001。

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2.6 RGS14通过抑制TAK1磷酸化缓解AMI

为研究RGS14是否通过TAK1磷酸化发挥其调节作用，采用TAK1抑制剂5z-7-ox处理原代心肌细胞。结果显示，RGS14敲低诱导的TAK1、JNK和p38s磷酸化水平升高被5z-7- ox逆转（图6-A）。并且，TAK1抑制剂逆转了RGS14敲低引起的Bax上调和Bcl2下调（图 6-B至6-C）。以上结果证明，RGS14通过抑制TAK1磷酸化来缓解AMI。

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  图6 RGS14通过抑制TAK1磷酸化激活缓解MI

  Figure6.RGS14 alleviates MI by inhibiting TAK1 phosphorylation activation

  注：A.原代心肌细胞RGS14和TAK1、JNK和p38总蛋白及磷酸化蛋白表达情况；B.原代心肌细胞凋亡相关基因mRNA表达情况；C.原代心肌细胞凋亡相关基因蛋白表达情况；**与AdshRNA DMSO OGD 24 h组相比，P<0.01；##与AdshRGS14 DMSO OGD 24 h组相比，P<0.01。

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3 讨论

RGS14是一种复杂的多功能支架蛋白，在海马CA2区的锥体细胞中高度富集，具有调节突触可塑性、学习和记忆方面的作用[19]。既往研究表明RGS14可保护周围神经损伤和肝脏缺血再灌注损伤，并通过抑制MEK-ERK1/2信号通路减轻压力过载所致的心脏重塑，但其在AMI中的作用尚未完全阐明[16, 20]。本研究表明，RGS14缺失促进了AMI期间的心脏损伤、炎症反应和细胞凋亡，而RGS14过表达则保护了OGD诱导的心肌细胞凋亡，揭示了RGS14在AMI中通过调控TAK1-JNK/p38通路抑制炎症与凋亡的新机制，进一步拓展了RGS14在不同心脏病理场景下的多效保护作用。

心肌细胞凋亡是贯穿MI病程始终、影响心脏功能的关键因素。MI后心肌细胞死亡的模式包括坏死和凋亡，凋亡是一个可以调节的主动死亡过程[21]。因此，减少心肌细胞凋亡被视为减轻缺氧与缺血所致心肌损伤的重要治疗策略[22]。MI后引发心肌细胞凋亡的根本原因在于促凋亡蛋白和抗凋亡蛋白之间平衡的破坏[23]。调节蛋白质之间平衡来干预细胞凋亡进程的策略已被证明能有效抑制MI诱导的心肌细胞凋亡[24]。据报道，RGS家族中RGS5、RGS6和RGS19等其他蛋白质，在调节细胞凋亡中起着重要作用[25-27]。本研究结果表明，RGS14缺失可促进AMI后细胞凋亡。在心肌细胞中，RGS14敲除可以促进促凋亡因子Bax的表达，抑制抗凋亡因子Bcl2的表达，并且RGS14过表达具有相反的效果，表明RGS14可通过抑制心肌细胞凋亡来缓解AMI。

MI后心肌组织激活损伤相关分子模式，导致中性粒细胞和巨噬细胞等炎性细胞浸润[3,  28- 29]，并促进TNF-α、IL-6和IL-1β等炎性因子的分泌 [30]。既往研究表明，NF-κB信号通路激活会调节心脏损伤期间的炎症反应，抑制炎症反应可以有效缓解MI后的心脏损伤[31]。本研究结果发现，RGS14缺乏通过促进NF-κB信号通路导致炎症反应增强，而RGS14过表达则抑制了NF-κB信号通路的激活，表明RGS14可以通过影响炎症反应来调节心脏损伤。

TAK1是丝裂原活化蛋白激酶激酶激酶（MAP3K）家族的成员，已被确定为MAPK和NF-κB信号通路的关键调控成分[32]。TAK1已被证明参与炎症级联和细胞凋亡的调节，并在MI中起着重要的调节作用[33]。既往研究通过免疫共沉淀与GST-pulldown实验发现RGS14与TAK1互作并抑制TAK1-JNK/p38通路[15]，本研究进一步在心肌细胞中证实了该结合作用，并观察到RGS14可抑制TAK1磷酸化及其下游JNK/p38信号激活，进而发挥心脏保护作用。

本研究仍存在一定的局限性。首先，本研究主要聚焦于MI急性期（24 h）内RGS14的作用及其分子机制，尚未对RGS14在心肌纤维化、瘢痕成熟及远期心功能方面的作用进行评估。其次，本研究对RGS14在AMI中的机制探索仍停留在较浅的层面。RGS14是否通过结合TAB1等TAK1辅助因子抑制其激活，将在后续研究中进一步完善。未来可通过蛋白质组学及结构生物学等技术，系统性地阐明RGS14如何调控TAK1，为相关治疗策略的开发提供坚实的理论基础。

综上所述，本研究发现RGS14在MI急性期通过调节TAK1磷酸化减轻心肌炎症和凋亡，为干预MI急性损伤的潜在靶点提供了实验依据，并为其后续长期疗效的研究奠定了重要基础。

伦理声明：本研究已获得武汉大学人民医院动物伦理委员会审批[批号：WDRM动（福）第20230408B号]

作者贡献：研究设计：吴清华、胡宇峰、折志刚；实验操作与数据采集：吴清华、段绍锋、谈重愿；数据分析：吴清华、谈重愿、张丽荣；论文撰写：吴清华、段绍锋；论文审定：李红良、折志刚、胡宇峰、张家兴；经费支持：折志刚、李红良

数据获取：本研究中使用和（或）分析的数据可联系通信作者获取

利益冲突声明：无

致谢：不适用

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